Cursos del Congreso

Habrá seis cursos teórico-prácticos disponibles el jueves 12. Será posible hacer un curso por la mañana y otro por la tarde. Por favor, enviadnos una lista con vuestras tres preferencias indicando el orden deseado e intentaremos acomodar a todo el mundo lo mejor posible.

Esta es la distribución de alumnos por curso:

 

Mañana (9:00-13:30)

Tarde (15:00-19:00)

DESARROLLO DE RECURSOS MULTIMEDIA PARA LA DOCENCIA DE LA HISTOLOGÍA

Marina Martín, José Antonio Uranga, María Sancho Tello, Riánsares Arriazu, Blanca González Gallo, Rosa Noguera, Amparo Ruíz, Felipe Leite de Oliveira, Manuel Garrosa, Esther Mª Durán Mateos.

Roberto Jerónimo, Martha Eugenia Santoyo, Flora Gordillo, Claudia Sierra, Javier Regadera,  María Elena Bodegas, Irene Tadeo, Víctor Zúñiga, Juan F. Madrid, Josune García Sanmartín.

TÉCNICAS DE COMUNICACIÓN EN LA INVESTIGACIÓN CIENTÍFICA

Roberto Jerónimo, Martha Eugenia Santoyo, Flora Gordillo, Claudia Sierra, Vicente Crespo Lora, Rosete Pais, Noemí Rojas.

 

MICROSCOPÍA CONFOCAL

José Manuel Viñuela, María José Luesma, Miren Revuelta, Olatz Arteaga, Víctor Marcos Garcés, José Benavent, Raquel Torrens, Carmina Montoliu.

Blanca González Gallo, Juan Pedro Velasco, Viktor J Romero, María Martínez de Ubago Uceda, Manuel Rey Funes, J Javier Martín, Noemí Rojas, Santiago Peydró, Miguel Ángel Martín Piedra.

INTRODUCCIÓN A LA CITOMETRÍA DE FLUJO

 

Marina Martín, José Antonio Uranga, Vicente Crespo Lora, José Manuel Viñuela, María José Luesma, Miren Revuelta, Olatz Arteaga, Víctor Marcos Garcés, José Benavent, Iciar López.

TÉCNICAS MOLECULARES; ULTRASECUENCIACIÓN

Iciar López, Juan Pedro Velasco, Viktor J Romero, María Martínez de Ubago Uceda, Manuel Rey Funes, Marta Redondo Muñoz, Sara Martorell, Santiago Peydró.

Riánsares Arriazu, Felipe Leite de Oliveira, Esther Mª Durán Mateos, Víctor García Bustos, Mara Fernandes Ribeiro, Rosete Pais, Julia Serrano, Francisco José Sáez.

4D-MICROSCOPY

Irene Tadeo, Víctor Zúñiga, Víctor García Bustos, Mara Fernandes Ribeiro, J Javier Martín, José Enrique Romero.

María Sancho Tello, Rosa Noguera, Amparo Ruíz, Manuel Garrosa, Marta Redondo Muñoz, Carmina Montoliu.

La descripción de los cursos es:

1.- DESARROLLO DE RECURSOS MULTIMEDIA PARA LA DOCENCIA DE LA HISTOLOGÍA (Prof. Juan Ángel Pedrosa).

Contents: El auge alcanzado en los últimos tiempos por las denominadas tecnologías de la información y comunicación (TIC), ha propiciado el uso cada vez intensivo de herramientas basadas en las mismas para la docencia de disciplinas de alto contenido iconográfico, como es el caso de la histología. A pesar de que a través de Internet se cuenta con una gran variedad de material didáctico de esta índole, es interesante que el propio profesor diseñe dicho material a medida de sus necesidades y contenidos a tratar.

El propósito de este taller no es otro que iniciar a los interesados en el manejo de determinadas aplicaciones informáticas que permitan elaborar una serie de recursos multimedia de utilidad inmediata como apoyo a la docencia y que puedan ser descargados posteriormente por los alumnos a través de Internet o desde una Plataforma de Docencia Virtual. Se ha procurado elegir aplicaciones de sencillo manejo, que no requieran una formación técnica previa del usuario y en la mayoría de los casos de carácter gratuito.

Temas a tratar en el desarrollo del taller:

    • Generación de atlas histológicos.
    • Microscopía virtual.
    • Herramientas para la creación de dibujos en 3D.
    • Utilización de aplicaciones de autor para el desarrollo de unidades didácticas interactivas.
    • Creación de videos didácticos con posibilidad de interacción. Sistemas Polimedia.
    • El screencast en la elaboración de tutoriales.
    • La Plataforma de Docencia Virtual como elemento de gestión y seguimiento de recursos docentes.

2.- TÉCNICAS DE COMUNICACIÓN EN LA INVESTIGACIÓN CIENTÍFICA. (Prof. Francisco José Sáez y Juan Francisco Madrid).

Contents: La comunicación de los resultados de la investigación científica es una de las habilidades que debe dominar un investigador y, sin embargo, la formación en este campo suele estar muy descuidada. Es habitual pensar que el comunicador nace, no se hace, pero nada más lejos de la realidad: las técnicas de comunicación requieren aprendizaje y práctica para su perfeccionamiento. En este curso se pretende dar a conocer a los investigadores noveles los fundamentos de la comunicación, analizando algunas reglas básicas (diseño del título, formato de presentación de resultados y corrección de estilo) y los formatos más habituales de comunicación: presentaciones orales (oratoria, diseño del discurso y de diapositivas), pósters y artículos en revistas.

3.- MICROSCOPÍA CONFOCAL (Prof. Ignacio Larráyoz y Sonia Martínez).

Contents: El auge de la microscopía confocal y el desarrollo de fluorocromos cada vez más específicos ha convertido esta técnica en una herramienta imprescindible en la investigación histológica. En este curso teórico-práctico se revisarán los conceptos más importantes en el funcionamiento de un microscopio confocal, así como las técnicas más modernas en la utilización de fluorocromos. En la parte práctica, los alumnos participarán en la fijación, permeabilización y tinción de muestras, así como en su visualización en un microscopio confocal (Leica TCS SP5).

4.- INTRODUCCIÓN A LA CITOMETRÍA DE FLUJO (Prof. Laura Ochoa).

Contents: Objetivos: La finalidad es dar a conocer la tecnología de la citometría de flujo: qué es y para qué sirve, las principales técnicas utilizadas en citometría, el diseño de protocolos experimentales adecuados, así como la adquisición y análisis de muestras con el citómetro de flujo.

BLOQUE TEÓRICO:

- Fundamentos de la citometría de flujo: Introducción, funcionamiento del citómetro de flujo, adquisición de datos
- Aplicaciones de la citometría de flujo: aplicaciones comunes, separación celular, diseño experimental.
- Adquisición de muestras y análisis de datos: análisis multiparamétrico, representaciones, regiones de análisis, datos estadísticos.
- Manejo del citómetro FACS Canto II: funcionamiento, utilización del software FACS Diva.
- Análisis de datos con software FACS Diva: herramientas para el análisis de datos, ejemplos y casos prácticos.

BLOQUE PRÁCTICO

- Marcaje de muestras para la práctica (Molecular Probes, LIVE/DEAD®).
- Adquisición de muestras en el citómetro FACS Canto II
- Análisis de datos obtenidos con el software FACS Diva.

5.- TÉCNICAS MOLECULARES; ULTRASECUENCIACIÓN (Prof. María Iñiguez y Judit Narro).

Contents:Las técnicas de ultrasecuenciación (next generation sequencing) están enfocando el interés de gran número de investigadores dada la gran cantidad de datos que producen. En este curso teórico-práctico se discutirán las bases para planear los experimentos e interpretar los datos obtenidos. Además, se harán prácticas de laboratorio de extracción de RNA a partir de cortes de parafina, análisis de cantidad (Nanodrop) y calidad (Experion) de este RNA, y su preparación para el proceso de secuenciación.

6.- 4D-MICROSCOPY (Prof. Juan Cabello).

Contents: The microscopic analysis of living samples offers many advantages compared to the observation of fixed preparations. Cell cycle progression, apoptosis or cell differentiation in the preparation, can be observed in real time and can be measured in time and space. The quantification of the kinetics of these dynamic processes highlights phenotypes that otherwise would go unnoticed for the observer and allows comparisons between different mutants or mutants vs WT. As a counterpart, samples to be studied have to be transparent in order to be studied under Nomarski or fluorescence optics.
Caenorhabditis elegans constitutes a powerful genetic model to study development and differentiation. In addition, it is transparent and can develop in the slide, under the preparation conditions.
In this course, we will show the use of the 4D microscopy (3D – time lapse microscopy) to analyse the development of the nematode C.elegans. Different aspects such as cell division rate, apoptosis or expression of tissue-specific GFP reporters will be shown. Imaging the nematode embryos will be performed under Nomarski and fluorescent microscope controlled by the software: micromanager (www.micro-manager.org). The analysis will be performed using the software SimiBiocell (www.simi.com).